Сбраживание глюкозы
В случае чувствительности к действию антибиотика штамма возбудителя не происходит сбраживания глюкозы при культивировании на среде, содержащей глюкозу, феноловый красный (в качестве индикатора) и определенные концентрации антибиотика. При этом среда окрашивается в фиолетовый цвет вследствие ее подщелачивания.
Изменение красного цвета среды на желтый свидетельствует о расщеплении глюкозы с образованием кислоты в результате роста штамма, устойчивого к действию присутствующего в среде антибиотика. При добавлении к среде культивирования 0,25% дрожжевого экстракта результаты исследования могут быть учтены через 21/2 ч после его начала.
Использование ускоренных методов, относящихся ко второй группе, основано на изменении окислительно-восстановительного потенциала питательной среды в процессе роста микроорганизмов, о чем судят по изменению цвета добавляемых к среде индикаторов (резазурин, 1,3,5- трефинилтетразолхлорид, 2,6-дихлорфенолиндофенол и др.).
Эти методы используются технической простотой, а результаты исследования при их использовании могут быть учтены в течение 2—6 ч.
Ход исследование сводится к заражению расплавленного и охлажденного до 50°С питательного агара изучаемой культурой (из расчета 200 млн. микробных тел на 1 мл) и размещению на его застывшей поверхности в чашках Петри дисков, пропитанных антибиотиками. Чашки инкубируют при 37°С в течение 3—5 ч, затем обрабатывают индикатором и повторно инкубируют в течение 20—30 мин при 37°С. Учет результатов производят по изменению цвета среды вокруг дисков с антибиотиками.
Например, при использовании в качестве индикатора 1% раствора 1,3,5- трифенилтетразолхлорида участки агара с бактериальным ростом вследствие образования формазана окрашиваются в красный цвет, а зоны подавления роста микробов вокруг дисков с антибиотиками остаются бесцветными.
При использовании в качестве индикатора 2,6- дихлорфенолиндофенола для исследования применяют двухслойный агар. Чашки Петри с нижним слоем агара (10—12 мл 1,5% агара на переваре Хоттингера с содержанием 133 —135 мг% аминного азота, рН 7,2—7,4) готовят впрок и хранят в холодильнике до употребления. Перед началом исследования пробирки с 10 мл расплавленного и охлажденного до 50°С того же агара заражают взвесью испытуемых микроорганизмов из расчета 200 млн. микробных тел на 1 мл.
Зараженный агар выливают в чашки Петри (второй слой), после чего на его застывшую поверхность накладывают индикаторные диски с антибиотиками. Через 3—4 ч инкубации при 37°С поверхность чашек заливают 0,2% раствором 2,6-дихлорфенолиндофенола на дистиллированной воде. Через несколько минут в местах роста микробов происходит восстановление и обесцвечивание раствора индикатора; зоны подавления роста вокруг дисков с антибиотиками остаются окрашенными в синий цвет.
Указанные методы дают возможность судить о степени чувствительности микробов к антибиотикам с той же точностью, что и стандартный метод дисков, однако время исследования сокращается с 16—18 до 3—5 ч.
«Рациональная антибиотикотерапия»,
С.М.Навашин, И.П.Фомина
- Неудачи антибиотикотерапии
- Ускоренный метод определения чувствительности к антибиотикам
- Метод канавки для определения чувствительности микробов к антибиотикам
- Отсутствие зоны задержки роста микроба вокруг диска
- Выбор дисков для исследования
- Использование тест-культур с известной чувствительностью к антибиотикам а опытах
- Приготовление чашек при методе диффузии в агар
- Способы определения чувствительности микробов к антибиотикам
- Колебание значения МПК антибиотика в зависимости от величины посевной дозы
- Исходная концентрация антибиотика в крови при его введении в терапевтических дозах
- Наиболее подходящие среды для определения чувствительности к антибиотикам большинства патогенных микробов
- Ряд разведений антибиотика в жидкой питательной среде
